Arrêté

Arrêté du 18 Chaoual 1447 correspondant au 6 avril 2026 modifiant l'arrêté du 28 Rabie El Aouel 1446

Publication

JO 2026 n°41 (fr) PDF d'origine

Texte (16 article(s))

Article 3

Sont abrogées, les dispositions de l’arrêté du 16 Ramadhan 1426 correspondant au 19 octobre 2005 rendant obligatoire la méthode de détermination de l’humidité de la viande et des produits de la viande.

Article 2

Pour la détermination de la teneur en humidité dans les viandes et les produits à base de viande, les laboratoires de la répression des fraudes et les laboratoires agrées à cet effet doivent utiliser la méthode fixée à l’annexe jointe au présent arrêté. Cette méthode doit être utilisée par le laboratoire lorsqu’une expertise est ordonnée.

Article 2

Pour le dosage enzymatique du saccharose dans les jus de fruits et de légumes, par technique spectrométrique par le nicotinamide-adénine-dinucléotide-phosphate (NADP), les laboratoires de la répression des fraudes et les laboratoires agréés à cet effet doivent utiliser la méthode fixée à l’annexe jointe au présent arrêté. Cette méthode doit être utilisée par le laboratoire lorsqu’une expertise est ordonnée. ##### 7 juin 2026

Article 1er

En application des dispositions de l’article 19 du décret exécutif n° 90-39 du 30 janvier 1990 susvisé, le présent arrêté a pour objet de rendre obligatoire la méthode de détermination de la teneur en cuivre, fer et nickel dans les corps gras d’origine animale et végétale par spectrométrie d’absorption atomique avec four en graphite.

Article 1er

En application des dispositions de **2.2 Résultat de l’essai** ##### 7 juin 2026 Vu le décret exécutif n° 25-99 du 11 Ramadhan 1446 correspondant au 11 mars 2025 fixant les attributions du ministre du commerce intérieur et de la régulation du marché national; Vu l’arrêté du 16 Ramadhan 1426 correspondant au 19 octobre 2005 rendant obligatoire la méthode de détermination de l’humidité de la viande et des produits de la viande; ##### Arrête : l’article 19 du décret exécutif n° 90-39 du 30 janvier 1990 susvisé, le présent arrêté a pour objet de rendre obligatoire la méthode de détermination de la teneur en humidité dans les viandes et les produits à base de viande.

Article 2

Pour la détermination de la teneur en cuivre, fer et nickel dans les corps gras d’origine animale et végétale par spectrométrie d’absorption atomique avec four en graphite, les laboratoires de la répression des fraudes et les laboratoires agréés à cet effet doivent utiliser la méthode fixée à l’annexe jointe au présent arrêté. Cette méthode doit être utilisée par le laboratoire lorsqu’une expertise est ordonnée.

Article 4

Le présent arrêté sera publié au *Journal officiel* de la République algérienne démocratique et populaire. Fait à Alger, le 19 Joumada Ethania 1447 correspondant au 10 décembre 2025. Amel ABDELLATIF. ————————

Article 1er

En application des dispositions de d'enzyme qui, à 25 °C, catalyse la réaction de 1 μmol de |21 Dhou El Hidja 1447|| |---|---| |7 juin 2026|| |Dans une réaction concomitante, le G-6-P est transformé|4.5 Solution de NADP| |stœchiométriquement en 6-phosphogluconate en présence de|| |NADP; la réaction est catalysée par l'enzyme G6P-DH, et il|Dissoudre 60 mg de sel disodique de β-nicotinamide-| |se forme une quantité de NADPH équivalente à la quantité|adénine-dinucléotide-phosphate (β-NADP-Na2) dans 6 ml| |de D-glucose présente dans l'échantillon pour essai (3.2).|d'eau. Cette solution se conserve pendant, au moins, quatre (4) semaines à + 4 °C.| |La quantification du NADPH formé, et donc le dosage du|| |D-glucose et du saccharose sont réalisés par spectrométrie.|4.6 Solution de ATP Dissoudre 300 mg de sel disodique d'adénosine-5'-triphosphate| |Dans les jus contenant peu de saccharose (moins de 5 g/l)|(ATP-Na2H2.3H2O) et 300 mg d'hydrogénocarbonate de| |et davantage de glucose, il est impossible d'obtenir une|sodium (NaHCO3) dans 6 ml d'eau. Cette solution se| |quantification précise du saccharose par le dosage|conserve pendant, au moins, quatre (4) semaines à + 4 °C.| |enzymatique classique. Dans ce cas, il convient d'éliminer le|4.7 Suspension d’enzymes HK/G6P-DH| |glucose, par réaction avec l'iode à un pH alcalin, avant la|| |quantification du saccharose.|Placer en suspension de l'hexokinase, ρ(HK) = 2 mg/ml,| |3.2 Réactions|environ 280 UI/ml (le D-glucose servant de substrat en présence d'ATP) et de la G6P-DH, ρ (G6P-DH) = 1 mg/ml,| |Saccharose + H O|environ 140 UI/ml (avec de la G-6-P comme substrat) dans une solution de sulfate d'ammonium, c((NH4)2SO4) = 3,2| |Glucose + ATP HK G6P + ADP (2)|mol/l. Cette suspension se conserve pendant, au moins, un an à + 4 °C.| |G6P + NADP G6P-DH 6-phosphogluconat+NADPH+|4.8 Solution d’iode| |H + T (3)|Dans une fiole jaugée d’une capacité de 1L, dissoudre| |4. Réactifs :|130 g d'iode et 150 g d'iodure de potassium dans une quantité suffisante d'eau; après dissolution, compléter jusqu'au trait| |N'utiliser que des réactifs d'une qualité analytique|avec de l'eau.| |reconnue et de l'eau, au minimum, de qualité 3.|| ||4.9 Acide sulfurique| |4.1 Solutions d’hydroxyde de sodium|Préparer une solution d'acide sulfurique de concentration| |Les solutions d'hydroxyde de sodium sont préparées à des|c(H2SO4) = 0,5 mol/l, à partir d'une solution étalon| |concentrations de c(NaOH) =5 mol/l, c(NaOH) = 4 mol/l et|appropriée concentrée.| |c(NaOH) = 2 mol/l.|| ||4.10 Solution de sulfite de sodium| |4.2 Solution tampon de citrate, pH = 4,6|Préparer une solution saturée de sulfite de sodium dans de| |Dissoudre 6,9 g d'acide citrique monohydraté (C6H8O7, H2O)|l'eau (solubilité ρ (NA2SO3) = 12,54 g/100 ml à 0 °C et| |et 9,1 g de citrate trisodique dihydraté (C6H5Na3O7,2H2O)|28,3 g/100 ml à 80 °C).| |dans 150 ml d'eau, ajuster à pH = 4,6 avec une solution|| |d'hydroxyde de sodium (c(NaOH) = 2 mol/l) (4.1) et|Préparer une solution diluée en ajoutant neuf (9) volumes| |compléter le volume avec de l’eau jusqu’à 200 ml. La solution|d'eau à un volume de solution concentrée.| |tampon se conserve pendant, au moins, un an à + 4 °C.|4.11 Solution de phénolphtaléine| |4.3 Solution de BF|Préparer une solution de phénolphtaléine (ρ = 0,5 g/100 ml)| |Dissoudre 10 mg de β-fructosidase, ρ = 5 mg/ml, environ|dans l'éthanol.| |750 UI/ml, dans 2 ml de solution tampon citrate (4.2). La|5. Appareillage :| |solution se conserve pendant, au moins, une (1) semaine à|| |+ 4 °C.|Appareillage courant de laboratoire et, en particulier, les| |4.4 Solution tampon de triéthanolamine, pH = 7,6|appareils suivants :| |Dissoudre 14 g de chlorhydrate de triéthanolamine et 0,25 g|le long de la tige, avec une longue extrémité d'écoulement 5.1 Pipettes pour analyse enzymatique, graduées uniquement| |de sulfate de magnésium heptahydraté (MgSO4.7H2O) dans|non graduée.| |80 ml d'eau, ajuster à pH = 7,6 avec environ 5 ml de solution|| |d'hydroxyde de sodium (c(NaOH) = 5 mol/l ) et compléter|5.2 Pipettes, d'une précision équivalente à celles du 5.1| |le volume avec de l’eau jusqu’à 100 ml. La solution tampon|(alternative à 5.1), par exemple pipettes capillaires à| |se conserve pendant, au moins, quatre (4) semaines à + 4 °C.|déplacement positif.| 2 <u>BF</u> D-glucose + D-fructose(1) **5.3 Cuves en quartz,** verre ou plastique, de 10 mm de longueurs d'onde considérées (par exemple 334 nm, 340 nm ou 365 nm). **5.4 Spectromètre à filtres,** avec lampe à vapeur de mercure, pour les mesures aux longueurs d'onde de 334 nm ou de 365 nm. **5.5 Spectromètre** (à longueur d'onde variable), pour les mesures à la longueur d'onde de 340 nm (alternative à 5.4).

Article 3

Article Annexe

##### 6. Mode opératoire : ##### 6.1 Préparation de l'échantillon pour essai ##### 6.1.1 Préparation normale des échantillons Le jus de fruits doit être dilué de sorte que la teneur en saccharose et en glucose soit comprise entre 0,1 g/l et 1,5 g/l. En générale, les produits ne doivent pas être prétraités, toutefois, une dilution pouvant se révéler nécessaire, leur analyse par cette méthode doit se faire sur une base volumétrique, les résultats étant exprimés par litre d'échantillon. L'analyse des produits concentrés peut, également se faire sur une base volumétrique après dilution à une densité relative connue. Dans ce cas, la densité en question doit être indiquée. L'échantillon étant pesé et en tenant compte du facteur de dilution dans l'analyse, on peut aussi exprimer les résultats par kilogramme de produit. Pour les produits très visqueux et/ou comportant une grande proportion de cellules (par exemple la pulpe), le mode opératoire habituel est de faire la détermination sur la base de la masse de l'échantillon pour essai. Bien mélanger les échantillons troubles avant dilution; il peut être nécessaire de diluer ces échantillons troubles, ainsi que ceux qui sont très colorés, plus que ne le requiert la teneur en saccharose. Clarifier au préalable les échantillons troubles contenant de très faibles concentrations de saccharose par centrifugation ou par filtration sur membrane à travers un filtre de 0,2 μm. ##### 6.1.2 Préparation modifiée des échantillons pour la quantification du saccharose en présence d'une concentration ##### élevée de glucose Diluer au cinquième le jus de fruit (clarifié par filtration ou par centrifugation, comme indiqué en (6.1.1)). Dans une fiole jaugée d’une capacité de 50 ml, ajouter à 10 ml du jus de fruit dilué/clarifié 10 ml de solution d'iode (4.8) et 2,5 ml de solution d'hydroxyde de sodium à 4 mol/l (4.1); [les solutions doivent être ajoutées dans cet ordre]. Laisser la fiole dix (10) minutes dans l'obscurité. Ajouter à cette solution 10 ml de solution d'acide sulfurique (4.9). Eliminer l'excès d'iode en ajoutant les quantités nécessaires de solutions de sulfite de sodium saturées et diluées (4.10) et en agitant jusqu'à disparition de la couleur jaune/brun. ##### 7 juin 2026 Ajuster le potentiel hydrogène de la solution à environ sodium à 4 mol/l (4.1) à l'aide d'une solution indicatrice de phénolphtaléine (4.11) jusqu'à persistance d'une couleur rose pâle. Cette solution doit être complétée à 50 ml, puis utilisée pour le dosage du saccharose. ##### 6.2 Analyse ##### 6.2.1 Généralités Le dosage doit être réalisé à une température constante comprise entre 20 °C et 25 °C, ou à une température constante inférieure ou égale à 37 °C, à condition que les résultats obtenus soient équivalents. Le maximum d'absorption du NADPH se situe à une longueur d'onde de 340 nm. En cas d'utilisation d'un spectromètre à longueur d'onde variable, n'effectuer les mesures qu'au maximum d’absorption du NADPH. En cas d'utilisation d'un spectromètre à filtres équipé d'une lampe à vapeur de mercure, effectuer les mesures à la longueur d'onde de 334 nm ou de 365 nm. Ne pas utiliser de pipettes à écoulement total (un trait) pour les échantillons indiqués ci-dessous. Les solutions d'enzyme, de coenzyme et de tampon peuvent être prélevées également avec des pipettes automatiques. Pour les solutions d'échantillon, utiliser des pipettes pour analyse enzymatique (5.1) ou leur équivalent (5.2). Le dosage peut, également, être effectué avec une combinaison de réactifs prêts à l'emploi disponibles dans le marché. Il est recommandé d'utiliser du saccharose comme solution étalon dans ce dosage. ##### 6.2.2 Solution témoin pour dosage du saccharose Introduire dans les cuves, à l'aide d'une pipette, 0,20 ml de solution tampon de citrate (4.2) et 0,02 ml de solution BF (4.3). Mélanger, puis au bout de quinze (15) minutes ajouter 1 ml de solution tampon triéthanolamine (4.4), 1,70 ml d'eau, 0,1 ml de solution de NADP (4.5) et 0,1 ml de solution d’ATP (4.6). Mélanger et, au bout de trois (3) minutes, lire l'absorbance (A1) de la solution par rapport à l'air (sans cuve dans le trajet optique). ##### 6.2.3 Solution témoin pour dosage du glucose Introduire dans les cuves, à l'aide d'une pipette, 1ml de solution tampon (4.4), 1,92 ml d'eau, 0,1 ml de solution de NADP (4.5) et 0,1 ml de solution d’ATP (4.6). Mélanger et, au bout de trois (3) minutes, lire l'absorbance (A2) de la solution par rapport à l'air (sans cuve dans le trajet optique). trajet optique, et sans absorption significative aux pH = 8 ou 9, par titration avec une solution d'hydroxyde de ΔA saccharose = ΔA glucose total - ΔA glucose ......... (4) ΔA glucose total = (A8 – A3) échantillon saccharose - (A5 – A1) témoin saccharose ........................................... (5) ΔA glucose = (A7 – A4) échantillon glucose - (A6 – A2) témoin glucose ................................................................ (6) Si le glucose a été éliminé par réaction préalable avec l'iode, le calcul est simplifié et devient : ΔA saccharose = (A10 – A9) échantillon saccharose – (A5– A1) témoin saccharose ........................................... (7) Le calcul de la teneur en saccharose en solution diluée, à partir de mesures d'absorption photométrique, dépend de la loi de Beer-Lambert. La teneur en saccharose, ρ, exprimée en grammes par litre, est calculée selon la formule suivante : M × V1 × F ρ = ΔA saccharose δ × **∈** ×V2 × 1000 ##### 7 juin 2026 ##### 6.2.4 Solution échantillon pour dosage du saccharose Introduire dans les cuves, à l'aide d'une pipette, 0,20 ml de solution tampon de citrate (4.2), 0,10 ml de solution d'échantillon et 0,02 ml de solution BF (4.3). Mélanger et conserver pendant quinze (15) minutes. Ajouter ensuite 1ml de solution tampon (4.4), 1,60 ml d'eau, 0,1 ml de solution de NADP (4.5) et 0,1 ml de solution d’ATP (4.6). Mélanger et, au bout de trois (3) minutes, lire l'absorbance (A3) des solutions par rapport à l'air (sans cuve dans le trajet optique). ##### 6.2.5 Solution échantillon pour dosage du glucose Introduire dans les cuves, à l'aide d'une pipette, 0,10 ml de solution d'échantillon, 1 ml de solution tampon (4.4), 1,82 ml d'eau, 0,1 ml de solution de NADP (4.5) et 0,1 ml de solution d’ATP (4.6). Mélanger et, au bout de trois (3) minutes, lire l'absorbance (A4) de la solution par rapport à l'air (sans cuve dans le trajet optique). ##### 6.2.6 Autre mode opératoire de dosage du saccharose après élimination du glucose libre Préparer un témoin pour dosage du saccharose comme décrit au (6.2.2), et une solution échantillon comme suit : Introduire dans les cuves, à l'aide d'une pipette, 0,20 ml de solution tampon de citrate (4.2), 0,10 ml de solution d'échantillon traité (6.1.2) et 0,02 ml de solution BF (4.3). Mélanger et conserver pendant quinze (15) minutes. Ajouter ensuite 1 ml de solution tampon (4.4), 1,60 ml d'eau, 0,1 ml de solution de NADP (4.5) et 0,1 ml de solution d’ATP (4.6). Mélanger et, au bout de trois (3) minutes, lire l'absorbance (A9) des solutions par rapport à l'air (sans cuve dans le trajet optique). ##### 6.2.7 Réaction enzymatique, quantification du saccharose Le mode opératoire suivant est appliqué à chaque solution (6.2.2), (6.2.3), (6.2.4), (6.2.5) et (6.2.6) individuellement. Ajouter 0,02 ml de la suspension d'enzymes HK/G6P-DH (4.7). Bien mélanger, attendre l'arrêt de la réaction dix (10) à quinze (15) minutes et lire les absorbances des solutions (A5 pour (6.2.2), A6 pour (6.2.3), A7 pour (6.2.4), A8 pour (6.2.5) et A10 pour (6.2.6). Contrôler l'achèvement de la réaction en répétant les mesures des absorbances finales à intervalles de deux (2) minutes au bout de quinze (15) minutes. Si la réaction n'est pas terminée dans ce délai et continue à augmenter de façon constante, extrapoler l'absorbance au temps de l'addition de la suspension d'enzymes HK/G6P-DH (4.7). **Note :** Ce processus tient compte des réactions secondaires bien connues comme réactions parasites et présentées plus en détail en annexe A. ##### 7. Expression des résultats : D'après les réactions intervenant dans ce dosage, la quantité de NADPH formé (et donc la différence d'absorbance ΔA) est proportionnelle à la teneur en saccharose présent. ##### Où : *M* : est la masse moléculaire du saccharose (342,3 g/mol); *V*1 : est le volume total de la solution dans la cuve, en millilitres; *V*2 : est le volume de la solution d'échantillon pour essai ajouté à la cuve, en millilitres; *F* : est le facteur de dilution de la solution d’échantillon (6.1.1 ou 6.1.2); δ : est le trajet optique de la cuve, en centimètres; **∈** : est le coefficient d'extinction de NADPH : - à 340 nm = 6,3 l mmol -1 cm -1; - à 365 nm = 3,5 l mmol -1 cm -1; - à 334 nm = 6,18 l mmol -1 cm -1. Δ A saccharose : est la différence d’absorbance. Si le schéma de travail (6.2.2, 6.2.3, 6.2.4, 6.2.5 et 6.2.6) n'a pas été modifié, la teneur en saccharose, en grammes par litre, est calculée selon la formule suivante : F x ΔA saccharose ρ = 10,34 x **∈** Exprimer la teneur en saccharose, en grammes par litre, avec une décimale. Tenir compte du facteur de dilution et du mode d'expression par rapport à la masse ou au volume. Si un produit concentré a été dilué jusqu'à sa concentration initiale, prendre comme valeur la densité relative de l'échantillon de concentration initiale. ##### 8. Fidélité : ##### 8.1 Répétabilité La différence absolue entre deux résultats d’essais individuels, obtenus sur une matière identique soumise à l’essai, par le même technicien utilisant le même appareillage et dans un court intervalle de temps, ne doit pas dépasser la valeur de répétabilité *r* dans plus de 5 % des cas. Pour la préparation normale des échantillons (6.1.1), les valeurs sont les suivantes : jus de pomme *r* = 1,9 g/l; nectar de cassis *r* = 3,2 g/l; ##### nectar d'abricot r = 3,9 g/l. Pour la préparation modifiée des échantillons (6.1.2), la valeur est la suivante : *r* = 0,4 g/l ##### 8.2 Reproductibilité La différence absolue entre deux résultats d’essais individuels obtenus sur une matière identique soumise à l’essai dans deux laboratoires ne doit pas dépasser la valeur de reproductibilité *R* dans plus de 5 % des cas. Pour la préparation normale des échantillons (6.1.1), les valeurs sont les suivantes : ##### 7 juin 2026 Si ce problème se pose, il convient de mesurer l'absorbance de la solution à intervalles réguliers (deux (2) à cinq (5) minutes) après le temps requis pour que la solution étalon atteigne son absorbance finale. Lorsque l'absorbance augmente à taux constant (dA/dT = constante), procéder à cinq (5) ou six (6) mesures, puis faire une extrapolation graphique ou par calcul, pour obtenir l'absorbance qui aurait été celle de la solution au moment où l'enzyme final a été ajouté (To). La différence d'absorbance extrapolée à ce moment (Af – Ai) est utilisée dans le calcul de la concentration du substrat. ##### Figure A.1 : Réaction parasite ————H———— |— jus de pomme|R = 3,2 g/l;|| |---|---|---| |||Arrêté du 19 Joumada Ethania 1447 correspondant au| |— nectar de cassis|R = 5,6 g/l;|10 décembre 2025 rendant obligatoire la méthode de détermination de la teneur en humidité dans les| |— nectar d'abricot Pour la préparation modifiée des échantillons (6.1.2), la valeur est la suivante :|R = 6,9 g/l.|viandes et les produits à base de viande.| ||R = 0,9 g/l|La ministre du commerce intérieur et de la régulation du marché national,| ||Annexe A|Vu le décret présidentiel n° 25-241 du 21 Rabie El Aouel| |Comment traiter les réactions parasites||1447 correspondant au 14 septembre 2025 portant nomination des membres du Gouvernement;| |Les réactions parasites sont généralement dues à des||Vu le décret exécutif n° 90-39 du 30 janvier 1990, modifié| |réactions secondaires de l'enzyme, à la présence d'autres||et complété, relatif au contrôle de la qualité et à la répression| |enzymes dans la matrice de l'échantillon, ou à l'interaction d'un ou plusieurs élément(s) de la matrice avec un réactif de||des fraudes, notamment son article 19;| |la réaction enzymatique.||Vu le décret exécutif n° 13-328 du 20 Dhou El Kaâda 1434 correspondant au 26 septembre 2013 fixant les conditions et| |Dans la réaction normale, l'absorbance atteint une valeur||les modalités d'agrément des laboratoires au titre de la| |constante au bout d'un certain temps, typiquement entre dix||protection du consommateur et de la répression des fraudes;| |enzymatique particulière. Cependant, lorsqu'il se produit des||Vu le décret exécutif n° 17-62 du 10 Joumada El Oula| |réactions secondaires, l'absorbance n'atteint pas une valeur||1438 correspondant au 7 février 2017 relatif aux conditions| |constante, mais augmente régulièrement dans le temps; ce||et aux caractéristiques d'apposition de marquage de conformité| |type de processus est couramment appelé « réaction||aux règlements techniques ainsi que les procédures de| |parasite ».||certification de conformité;| (10) et vingt (20) minutes, selon la vitesse de la réaction ———— ##### 2.1 Teneur en humidité Perte de masse obtenue selon une technique de séchage direct ou la teneur en eau est extraite ou collectée selon une technique de distillation, divisée par la masse de la prise d’essai. La teneur en humidité est exprimée en pourcentage en masse.

Article Annexe

##### Annexe **Méthode de détermination de la teneur en cuivre, fer et nickel dans les corps gras d’origine animale et végétale**

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##### Annexe **Méthode de détermination de la teneur en humidité dans les viandes et les produits à base de viande**

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##### Annexe ##### Méthode de dosage enzymatique du saccharose dans les jus de fruits et de légumes **- Technique spectrométrique par le nicotinamide-adénine-dinucléotide-phosphate -** ##### 1. Domaine d’application : La présente méthode spécifie une technique d'analyse enzymatique en vue de déterminer la teneur en saccharose dans les jus de fruits et de légumes, et de leurs produits dérivés. ##### 2. Symboles et abréviations : Pour les besoins de la présente méthode, les symboles et abréviations suivants s'appliquent : **- ATP** : adénosine-5'- triphosphate; **- ADP** : adénosine-5'-diphosphate; **- NADP** : β-nicotinamide-adénine-dinucléotide-phosphate; **- NADPH** : β-nicotinamide-adénine-dinucléotide-phosphate réduit; **- G-6-P** : glucose-6 -phosphate; **- HK** : hexokinase; **- G6P-DH** : glucose-6-phosphate déshydrogénase; **- BF** : β- fructosidase; **UI** : unité internationale qui correspond à la quantité substrat par minute; **c** : concentration molaire; ##### ρ : concentration massique. ##### 3. Principe et réactions : ##### 3.1 Principe Le saccharose est hydrolysé (inverti) par voie enzymatique, par l'action de BF dans un échantillon pour essai dilué, pour obtenir des quantités égales de D-glucose et de D-fructose. Le D-glucose formé est ensuite phosphorylé en position C-6 au cours d'une réaction enzymatique catalysée comprenant de l'ATP et du HK. protection du consommateur et de la répression des

Article Annexe

##### 1. Domaine d’application La présente méthode spécifie deux techniques de référence pour la détermination de la teneur en humidité dans les viandes et les produits à base de viande : une technique de séchage direct et une technique de distillation. La technique de séchage direct s’applique sur les viandes et les produits à base de viande contenant peu de substances volatiles en plus de l’humidité. La technique de distillation est applicable sur les viandes et les produits à base de viande contenant des substances volatiles élevées en plus de l’humidité. ##### 2. Définitions Aux sens de la présente méthode, les définitions suivantes s’appliquent. Valeur obtenue par l'application d'une technique d'essai spécifiée. ##### 3 Principe ##### 3.1 Technique de séchage direct Mélanger soigneusement la prise d’essai avec du sable et la sécher à (103 ±2) °C jusqu’à l’obtention d’une masse constante. ##### 3.2 Technique de distillation En utilisant les propriétés physicochimiques de l’humidité dans la viande et les produits à base de viande, est co-distillée avec du toluène ou du xylène à l’aide d’un analyseur d’humidité, puis la teneur en humidité de l’échantillon est calculée à partir du volume de l’eau obtenue. ##### 4. Echantillonnage Il est important que le laboratoire reçoive un échantillon réellement représentatif non endommagé ou n’ayant pas subi de modification lors du transport ou de l’entreposage. Commencer à partir d’un échantillon représentatif d’au moins, 200 g. Entreposer l’échantillon de manière à prévenir la détérioration et le changement de composition. ##### 5. Préparation de l’échantillon Homogénéiser l’échantillon d’essai à l’aide de l’équipement approprié (6.2.1). Dans le cas des échantillons congelés, les échantillons sont d’abord décongelés entre 15 °C et 25 °C. Veiller à ce que la température de l’échantillon ne dépasse pas 25 °C. Si un hachoir est utilisé, passer l’échantillon, au moins, deux (2) fois dans le hachoir. Remplir un récipient hermétique approprié l’échantillon d’essai préparé, fermer le récipient et le stocker de manière à éviter la détérioration et le changement de composition. Analyser l’échantillon d’essai dès que possible. Si l’échantillon homogénéisé n’est pas analysé à temps, il doit être scellé et réfrigéré entre 4 °C et 7 °C, mais toujours dans les vingt- quatre (24) heures suivant l’homogénéisation. ##### 6 Technique de séchage direct ##### 6.1 Réactifs Utiliser uniquement des réactifs de qualité analytique reconnue. **6.1.1 Sable,** propre, lavé à l’acide, qui passe à travers un tamis de 1,4 mm d’ouverture de maille, et qui reste sur un tamis de 250 μm d’ouverture de maille. Sécher le sable avant utilisation à une température comprise entre 150 °C et 160 °C et le conserver dans un flacon hermétiquement fermé. Si du sable propre (lavé à l’acide) n’est pas disponible, le sable doit être nettoyé selon la procédure suivante. Laver le sable à l’eau courante, puis le faire bouillir dans de l’acide chlorhydrique, ρ 20 = 1,19 g/ml, dilué (1+1), pendant trente (30) minutes en remuant continuellement. Répéter l’opération d’ébullition avec une nouvelle portion d’acide jusqu’à ce que l’acide ne vire plus au jaune après ébullition. Laver le sable à l’eau distillée jusqu’à ce que la recherche des chlorures donne un résultat négatif. Sécher le sable à une température comprise entre 150 °C et 160 °C et le conserver. ##### 6.2 Appareillage Matériel courant de laboratoire et, en particulier, ce qui suit : **6.2.1** Matériel mécanique ou électrique capable d’homogénéiser l’échantillon de laboratoire. Cela comprend une fraise rotative à grande vitesse ou une hache équipée d’une plaque avec des trous n’excédant pas 4,0 mm de diamètre. **6.2.2** Capsule plate, en verre, porcelaine ou métal (par ex. nickel, aluminium ou acier inoxydable), de 60 mm de diamètre minimal et d’environ 25 mm de hauteur. **6.2.3** Baguette fine en verre, aplatie à une extrémité et de longueur légèrement supérieure au diamètre de la capsule (6.2.2). **6.2.4 Etuve de séchage à chauffage électrique,** réglable à (103± 2) °C. **6.2.5 Dessiccateur,** garni d’un agent déshydratant efficace, tel que le gel de silice. **6.2.6 Balance analytique,** capable de peser à 0,001 g près. ##### 6.3 Mode opératoire ##### 6.3.1 Généralités S’il est nécessaire de vérifier si la limite de répétabilité (6.5.1) est respectée, effectuer deux déterminations individuelles conformément au point (6.3.4) dans les conditions de répétabilité. ##### 7 juin 2026 ##### 6.3.2 Préparation de la capsule et du sable Transférer dans la capsule (6.2.2) une quantité de sable (6.1.1) égale à trois (3) ou quatre (4) fois la masse de la prise d’essai (6.3.3) et sécher la capsule, le sable et la baguette en verre (6.2.3) pendant trente (30) minutes dans l’étuve de séchage à chauffage électrique (6.2.4) à 103 °C. Laisser la capsule avec son contenu et la baguette en verre refroidir dans le dessiccateur (6.2.5) jusqu’à la température ambiante, peser à 0,001 g près (m0). ##### 6.3.3 Prise d’essai Transvaser de 5 à 8 g de l’échantillon préparé (5) dans la capsule préparé (6.3.2) et peser à nouveau la capsule avec son contenu et la baguette en verre à 0,001 g près (m1). ##### 6.3.4 Détermination **6.3.4.1** Mélanger le contenu de la capsule au moyen de la baguette en verre (6.2.3). En cas de difficulté à mélanger la prise d’essai avec le sable, ajouter de l’éthanol si nécessaire. Dans ce cas, l’éthanol doit être évaporé doucement avant de sécher l’échantillon dans l’étuve de séchage à chauffage électrique. Chauffer la capsule avec son contenu et la baguette en verre pendant deux (2) heures dans l’étuve de séchage à chauffage électrique (6.2.4) réglée à 103 °C. Retirer la capsule avec son contenu et la baguette en verre de l’étuve et les placer dans le dessiccateur (6.2.5). Laisser refroidir la capsule, son contenu et la baguette en verre à température ambiante, puis peser à 0,001 g près. **6.3.4.2** Répéter les opérations de chauffage, de refroidissement et de pesée spécifiées au (6.3.4.1) jusqu’à ce que les résultats de deux pesées successives (m2), séparées par un chauffage pendant une (1) heure, ne diffèrent pas de plus de 0,1 % de la masse de la prise d’essai. ##### 6.4 Expression des résultats Calculer la teneur en humidité, w, en pourcentage massique, à l’aide de la formule (1) : <u>m1 - m2</u> *w* = x 100 *m*1 *- m*0 où m0 est la masse, en grammes, de la capsule, de la baguette en verre et du sable (6.3.2); m1 est la masse, en grammes, de la capsule contenant la prise d’essai, la baguette en verre et le sable, avant séchage (6.3.3); m2 est la masse, en grammes, de la capsule contenant la partie d’essai, la baguette en verre et le sable, après séchage (6.3.4.2). Noter le résultat à une décimale près. ##### 7 juin 2026 ##### 6.5 Fidélité ##### 6.5.1 Répétabilité La différence absolue entre deux résultats d’essai individuels, indépendants, obtenus à l’aide de la même méthode sur une matière identique soumise à l’essai dans le même laboratoire, par le même technicien utilisant le même appareillage et dans un court intervalle de temps, ne doit pas dépasser la valeur de *r* donnée par la formule (2) : *r* = 0,593 % + 0,001 7 *w* où *w* est la teneur moyenne en eau des deux résultats, exprimée en pourcentage massique. ##### 6.5.2 Reproductibilité La différence absolue entre deux résultats d’essai individuels, obtenus à l’aide de la même méthode sur une matière identique soumise à l’essai dans des laboratoires différents, par des techniciens différents utilisant des appareillages différents, ne doit pas dépasser la valeur de *R* indiquée par la formule (3) : *R* = 0,797 % + 0,007 71 *w* ##### Où : *w* est la teneur moyenne en humidité des deux résultats, exprimée en pourcentage massique. ##### 7 Technique de distillation ##### 7.1 Réactifs : Utiliser uniquement des réactifs de qualité analytique reconnue et de l’eau conforme, au moins, à la qualité 3. **7.1.1 Toluène ou xylène,** de pureté analytique. ##### 7.2 Préparation des réactifs Prendre du toluène ou du xylène (7.1.1) et saturer d’eau, puis séparer la couche d’eau, distiller et recueillir le distillat pour utilisation. ##### 7.3 Appareillage figure 1 (avec manchon chauffant réglable), la capacité du tube récepteur d’eau (5 ml), valeur minimale de l’échelle (0,1 ml), erreur de capacité inférieure à 0,1 ml. - 1 ballon de distillation 250 ml; - 2 tube récepteur d'humidité avec échelle; - 3 tube de condensation. ##### Figure1 : Analyseur d’humidité **7.3.2 Balance Analytique :** pouvant peser à 0, 001 g près. ##### 7.4 Mode opératoire Peser, à 0,001 g près, une quantité appropriée de l’échantillon (le volume de l’eau distillée finale doit être compris entre deux (2) ml et cinq (5) ml, mais la quantité maximale d’échantillon ne doit pas dépasser les deux tiers 2/3 du volume de la fiole de distillation) et la transférer dans une fiole de distillation d’une capacité de 250 ml. Ajouter 75 ml de toluène nouvellement distillé (ou xylène), connecter le tube du condenseur au tube récepteur d'humidité, injecter du toluène ou xylène par le haut du tube du condenseur et remplir le tube de réception d’humidité. En même temps, faire un essai à blanc de toluène ou xylène (V0). ##### Où : Porter à ébullition et distiller lentement, environ deux (2) gouttes par seconde, jusqu’à ce que la majeure partie de l’eau se distille. Ensuite, augmenter le taux de distillation à environ quatre (4) gouttes par seconde. Lorsque le volume d’eau dans le tube récepteur d’humidité n’augmente plus, rincer soigneusement avec du toluène ou du xylène à partir du haut du tube du condenseur. Si des gouttelettes d’eau sont fixées fil de cuivre avec un revêtement en caoutchouc. Continuer la distillation jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de gouttelettes d’eau dans la partie supérieure du tube de réception de l’humidité et dans la paroi interne du tube de condensation. **7.3.1 Analyseur d’humidité,** comme indiqué sur la au tube de condensation, elles peuvent être essuyées par un Lorsque la surface horizontale du tube récepteur reste inchangée pendant dix (10) minutes, lire le volume (V) de l’humidité de l’échelle. ##### 7.5 Expression des résultats Calculer la teneur en humidité, *w*, en pourcentage massique, à l’aide de la formule (4) : *V-V*0 *w* = x ρ x 100 *m* ##### Où : *V* est le volume d’humidité dans le tube récepteur (ml); *V*0 est le volume d’humidité dans le tube récepteur de l’essai à blanc (ml); *m* est la masse de l’échantillon (g); ρ est la densité de l’eau (g/ml). Les nombres valides à trois (3) bits sont réservés aux résultats du calcul. ##### 7.6 Fidélité ##### 7.6.1 Répétabilité La différence absolue entre deux résultats d’essai individuels, indépendants, obtenus à l’aide de la même méthode sur une matière identique soumise à l’essai dans le même laboratoire par le même technicien utilisant le même appareillage dans un court intervalle de temps. ##### 7.6.2 Reproductibilité La différence absolue entre deux résultats d’essai individuels, indépendants, obtenus à l’aide de la même méthode sur des matériaux identiques soumis à l’essai dans des laboratoires différents avec des techniciens différents utilisant des appareillages différents. ————H———— ##### Arrêté du 19 Joumada Ethania 1447 correspondant au **10 décembre 2025 rendant obligatoire la méthode de détermination de la teneur en cuivre, fer et** ##### nickel dans les corps gras d’origine animale et végétale par spectrométrie d’absorption atomique ##### avec four en graphite. ———— La ministre du commerce intérieur et de la régulation du marché national, Vu le décret présidentiel n° 25-241 du 21 Rabie El Aouel 1447 correspondant au 14 septembre 2025 portant nomination des membres du Gouvernement; Vu le décret exécutif n° 90-39 du 30 janvier 1990, modifié et complété, relatif au contrôle de la qualité et à la répression des fraudes, notamment son article 19; ##### 7 juin 2026 Vu le décret exécutif n° 13-328 du 20 Dhou El Kaâda 1434 correspondant au 26 septembre 2013 fixant les conditions et les modalités d'agrément des laboratoires au titre de la protection du consommateur et de la répression des fraudes; Vu le décret exécutif n° 17-62 du 10 Joumada El Oula 1438 correspondant au 7 février 2017 relatif aux conditions et aux caractéristiques d'apposition de marquage de conformité aux règlements techniques ainsi que les procédures de certification de conformité; Vu le décret exécutif n° 25-99 du 11 Ramadhan 1446 correspondant au 11 mars 2025 fixant les attributions du ministre du commerce intérieur et de la régulation du marché national; ##### Arrête :

Article Annexe

##### par spectrométrie d’absorption atomique avec four en graphite ##### 1. Domaine d’application La présente méthode prescrit une technique de détermination des traces de cuivre, fer et nickel dans les corps gras d’origine animale et végétale, désignés ci-après par « corps gras ». ##### 7 juin 2026 ##### 2. Principe Atomisation d’une prise d’essai du corps gras dans un spectromètre d’absorption atomique avec four en graphite, préalablement étalonné à l’aide de solutions étalons des composés organiques des métaux à doser. Calcul des teneurs en métaux à partir des absorptions aux longueurs d’onde choisies. ##### 3. Réactifs Utiliser uniquement des réactifs de qualité analytique reconnue, et de l’eau de qualité 2 (eau ayant une teneur très faible en matières inorganiques, organiques ou colloïdales. Elle est utilisable pour les analyses sensibles telles que la spectrométrie d’absorption atomique (SAA) ainsi que pour la détermination d’éléments au niveau de traces. Elle devrait être préparée, par exemple, par distillation multiple, par déionisation ou par osmose inverse suivie de distillation). **3.1 Oxyde d’aluminium,** qualité analytique. **3.2 Huile de dilution,** par exemple, huile alimentaire raffinée liquide à la température ambiante. La conserver dans un flacon en polypropylène ou en polyéthylène exempt de métaux (4.1). Les teneurs en métaux dans l’huile ne doivent pas dépasser les valeurs suivantes : Cu, 3 μg /kg; ##### Fe, 5 μg /kg; et ##### Ni, 5 μg /kg. **Note :** Un échantillon d’huile pratiquement exempte de métaux est obtenu à l’aide du mode opératoire suivant : Dissoudre l’huile dans de l’éther de pétrole (de point d’ébullition compris entre 40 °C et 60 °C), la proportion étant de 1 kg d’huile pour 3 litres d’éther de pétrole. Préparer une colonne d’oxyde d’aluminium (rapport diamètre /hauteur = 1/10) en utilisant deux fois la masse d’oxyde d’aluminium (activée par chauffage à 150 °C pendant quatorze (14) heures), en tant que masse de l’huile à purifier. Ajouter la solution dans la colonne et éluer un volume d’éther de pétrole équivalent à 5/3 fois le volume dans lequel l’échantillon a été dissout. Evaporer l’éther de pétrole de l’éluat sur un bain d’eau bouillante en utilisant un faible courant d’azote (deux (2) litres/minute à cinq (5) litres/minute). Eliminer les dernières traces d’éther de pétrole sous vide. ##### 3.3 Solutions étalons mères Préparer des solutions étalons mères contenant respectivement : Cu, 2 mg/kg; ##### Fe, 10 mg/kg; et Ni, 10 mg/kg, par dilution appropriée des étalons des composés organiques des métaux à doser, avec l’huile de dilution (3.2). ##### 3.4 Solutions étalons de travail Le jour de leur utilisation, préparer les solutions de travail en diluant les solutions mères (3.3) avec l’huile de dilution (3.2) dans les proportions suivantes : Cu, 0,05 mg/kg; 0,l mg/kg; 0,2 mg/kg Fe, 0,25 mg/kg; 0,5 mg/kg; 1,0 mg/kg Ni, 0,25 mg/kg; 0,5 mg/kg; 1,0 mg/kg **3.5 Solution de niobium** [Nb(NO3)5], contenant 1 000 mg de niobium par litre; « solution étalon spectrométrie d’absorption atomique en matrice aqueuse ». **3.6 n-Heptane,** qualité analytique. **3.7 Argon,** ayant une pureté minimale de 99,99 %. **Note :** Si l’on ne peut disposer d’argon, l’azote peut être utilisé pour purger l’appareillage. Etant donné qu’au-dessus de 2 300 °C, l’azote forme du cyanure d’hydrogène qui est un gaz toxique, il est nécessaire de ventiler en permanence la zone où se situe le four. ##### 4. Appareillage Matériel courant de laboratoire et, en particulier, ce qui suit : **4.1 Flacons et bouchons,** en polypropylène ou en polyéthylène, exempt de métal, d’une capacité de 20 ml et 50 ml. **Note :** Les flacons en polypropylène ou en polyéthylène peuvent être rendus exempts de métaux de la façon suivante: nettoyer soigneusement les flacons avec une solution chaude d’acide nitrique [c(HNO3)=1 mol/l], les rincer avec de l’eau puis les sécher dans une étuve à une température d’environ 80 °C. **4.2 Micropipettes,** de 20 μ1 et 100 μ1. ##### 4.3 Embouts de micropipettes **4.4 Four électrique,** réglable à 150 °C ± 2 °C. **4.5 Spectromètre d’absorption atomique,** muni soit d’une imprimante en mode « hauteur de pic », soit d’un enregistreur à stylet en mode « continu » (réponse pleine échelle en 0,2 secondes), ainsi que d’une lampe à cathode creuse appropriée ou d’une lampe à excitation haute fréquence EDL et d’un correcteur de fond au deutérium. **4.6 Atomiseur à four en graphite,** placé dans le spectromètre d’absorption atomique (4.5) et doté d’une unité de commande pour la programmation de la température et d’un tube en graphite. **4.7 Tube en graphite,** non revêtu pour atomisation. ##### 5. Echantillonnage II est important que le laboratoire reçoive un échantillon réellement représentatif, non endommagé ou n’ayant pas subi de modification lors du transport et de l’entreposage. ##### 6. Préparation de l’échantillon pour essai Préparer l’échantillon pour essai conformément à règlementation en vigueur. ##### Remarque : Ne pas filtrer l’échantillon. ##### 7. Mode opératoire Déterminer la teneur en chacun des métaux, l’une après l’autre. **Note :** S’il y a lieu de vérifier si l’exigence de répétabilité est satisfaite, effectuer deux (2) déterminations séparées dans les conditions de répétabilité. ##### 7.1 Préparation de l’appareillage **7.1.1** Mettre en marche le spectromètre d’absorption atomique (4.5) et le correcteur de fond au deutérium. **7.1.2** Conformément aux instructions du fabricant, procéder au réglage de l’intensité de la lampe, ainsi qu’au réglage de la longueur d’onde, de la largeur de la fente et de l’amplification. Les longueurs d’onde requises pour les différents métaux sont les suivantes : - Cu : 324,7 nm; - Fe : 302,1 nm; et |||°C|de montée en de palier en||de gaz| |---|---|---|---|---|---| ||||température (seconde)|température (seconde)|interne ml/min| |pour|1|900|50|30|300| |Cu|2|2700|1|5|50| |pour|1|1200|50|30|300| |Fe, Ni|2|2700|1|5|50| - Ni : 232,0 nm. **7.1.3** Optimiser la position de l’atomiseur à four en graphite (4.6) dans le spectromètre d’absorption (4.5) et régler le programme requis sur l’unité de commande du four, conformément au tableau 1. **Note :** Si l’appareillage disponible ne peut être régler conformément au tableau 1, utiliser un programme similaire adapté à l’appareillage. Si, dans un tel cas, la correction de fond n’est pas satisfaisante, diluer l’échantillon à blanc, les solutions étalons de travail et les échantillons pour essai avec un solvant organique (par exemple le n-heptane), à un maximum de 1:12 (m/m) et effectuer les mesurages spectrométriques à température ambiante. Pour la détermination de la teneur en cuivre et en nickel, utiliser un tube en graphite non revêtu (4.7). Pour la détermination de la teneur en fer, utiliser un tube revêtu intérieurement de niobium, afin d’être sûr que la quantité totale de fer soit déterminée. ##### 7 juin 2026 **Note :** Avec un tube non revêtu, les résultats varient suivant le type de composé du fer présent dans le corps gras. Un mode opératoire approprié est le suivant : Injecter 100 μl de solution de niobium (3.5) dans le four. Démarrer le programme de température pour sécher à 100 °C pendant soixante (60) secondes, puis atomiser à 2700 °C pendant cinq (5) secondes. Répéter ce mode opératoire jusqu’à injection de 300 μ1 de la solution de niobium. Atomiser à 2700 °C jusqu’à absorbance constante (afin d’éliminer toute contamination du fer). **7.1.4** Avant chaque injection d’échantillon, prétraiter l’embout de la micropipette (4.3) en pipettant puis en rejetant 20 μ1 de n-heptane. **Note :** Le film de n-heptane restant sur la paroi de l’embout de la micropipette facilite un transfert reproductible de l’échantillon. ##### 7.2 Prétraitement des échantillons pour essai et des solutions préparées **7.2.1** Placer tous les échantillons pour essai, l’huile (3.2) et les solutions étalons de travail (3.4) dans le four (4.4) réglé à 60 °C pendant quinze (15) minutes, au moins, avant la détermination. **7.2.2** Si la teneur en métal d’un corps gras brut est présumée se situer en dehors de la gamme indiquée en (3.4 ), le diluer avec l’huile de dilution (3.2). **7.2.3** Agiter vigoureusement tous les échantillons pour essai et les solutions avant analyse. ##### Tableau 1 - Programmes pour atomiseur à four en graphite **Dosage Etape Température Durée Durée Débit** **°C de montée en de palier en de gaz** ##### 7.3 Détermination ##### 7.3.1 Essai à blanc du tube en graphite Enregistrer l’absorbance, si elle existe, du tube en graphite et régler l’appareil de façon que ce relevé corresponde à une absorbance de zéro. ##### 7.3.2 Essai à blanc de l’huile de dilution Injecter 20 μl de l’huile raffinée (3.2) dans le four en graphite, enclencher le programme de température et enregistrer l’absorbance. |21 Dhou El Hidja 1447 7 juin 2026|JOURNAL OFFICIEL DE LA REPUBLIQUE ALGERIENNE N° 41||||31| |---|---|---|---|---|---| |7.3.3 Etalonnage de l’appareillage Injecter 20 μl de l’une des trois solutions étalons de travail du métal soumis à l’essai (3.4) dans le four en graphite et enregistrer l’absorbance. Répéter ces opérations pour les deux autres solutions étalons de travail. 7.3.4 Analyse des échantillons pour essai 7.3.4.1 Echantillons liquides à 40 °C Injecter 20 μl de l’échantillon pour essai prétraité (7.2) dans le four en graphite, démarrer le programme de température et enregistrer l’absorbance. 7.3.4.2 Echantillons solides à 40 °C Outre les étapes 1 et 2, introduire une étape de programmation supplémentaire sur l’unité de commande : Temps de maintien : vingt (20) secondes, température : 60 °C, débit de gaz interne : 0 ml/min. Enclencher le programme. Lors de la première étape du programme, injecter 20 μl de|9. Fidélité de r|9.1 Répétabilité figurant dans le tableau 2. la valeur calculée de déterminations séparées. 9.2 Reproductibilité figurant dans le tableau 3. Tableau 2 - Limites de répétabilité,|La différence absolue entre deux résultats d’essai individuels, obtenus à l’aide de la même méthode sur un matériau identique soumis à l’essai dans le même laboratoire, par le même technicien utilisant le même appareillage et dans un court intervalle de temps, ne doit pas excéder la valeur Rejeter les deux résultats si la différence est supérieure à r La différence absolue entre deux résultats d’essai individuels, obtenus à l’aide de la même méthode sur un matériau identique soumis à l’essai dans des laboratoires différents par des techniciens différents utilisant des appareillages différents, ne doit pas excéder la valeur de|et effectuer deux nouvelles r Valeurs en milligrammes par kilogramme|R| |l’échantillon pour essai prétraité (7.1) dans le four en graphite, laisser l’embout de la micropipette dans l’ouverture d’injection afin de liquéfier le corps gras, puis injecter. Enregistrer l’absorbance. Note : une échelle élargie, soit par des injections répétées d’échantillon à la fin de la réduction en cendres, puis laisser le programme se poursuivre jusqu’à son terme. Si la teneur en métal est trop élevée (c’est-à-dire dépasse la courbe d’étalonnage), diluer l’échantillon pour essai (6) avec l’huile de dilution (3.2 et 7.2.2). 7.3.5 Tracé de la courbe d’étalonnage|Elément CU La limite de détection peut être abaissée, soit par Fe Ni NOTE -|Teneur en métal, W < 0,2 Cu W < 1,0 Fe W < 1,0 Ni W milligrammes par kilogramme.|Echantillon w Huile Graisse Huile Graisse Huile|0,010 + 0,14 0,008 + 0,11 0,077 + 0,08 0,026 + 0,20 0,056 + 0,13 est la moyenne de deux résultats, en|r W Cu W Cu W Fe W Fe W Ni| |Tracer une courbe d’étalonnage pour chacun des métaux, en portant l’absorbance de chaque solution étalon de travail conformément à l’alinéa (7.3.3) corrigée de l’essai à blanc conformément à l’alinéa (7.3.2) en fonction de leurs teneurs respectives en métal (en milligrammes par kilogramme).||Tableau 3 - Limites de répétabilité,||R Valeurs en milligrammes par kilogramme|| |Note : automatique peuvent être utilisés. 8. Expression des résultats 8.1 Pour chaque échantillon, mesurer la hauteur de pic sur le diagramme ou lire ce qui apparaît sur l’écran d’affichage ou l’imprimante. 8.2 A l’aide de la courbe d’étalonnage appropriée, déterminer la teneur en métal de chaque échantillon, en tenant compte de toute dilution de l’échantillon. Exprimer les résultats en milligrammes par kilogramme.|Elément Des appareillages perfectionnés à étalonnage CU Fe Ni Note-Imprimerie officielle-Les Vergers, Bir-Mourad Raïs, BP 376 - ALGER-GARE|Teneur en métal W < 0,2 Cu W < 1,0 Fe W < 1,0 Ni W milligrammes par kilogramme.|Echantillon Huile Graisse Huile Graisse Huile|0,008 + 0,36 0,003 + 0,49 0,040 + 0,48 0,031 + 0,54 0,027 + 0,44 est la moyenne de deux résultats, en|R W Cu W Cu W Fe W Fe W Ni|

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